Формы распространения инфекционных заболеваний - микробиология с техникой микробиологических исследований
Видео: Pulmonary dangerous simbioses AcineMRSA_ Лёгочный инфекционный симбиоз YouTube 2014
Характер распространения инфекционных, или заразных заболеваний может быть различным. Наиболее часто инфекционные болезни встречаются в виде отдельных рассеянных случаев, эпидемиологически не связанных друг с другом. Такие заболевания называются спорадическими.
Если инфекционное заболевание принимает массовый характер и возникает за короткий промежуток времени, то говорят об эпидемии. При эпидемии инфекционные заболевания возникают из одного общего источника или связаны общими путями распространения. Пандемией называются такие эпидемии, которые достигают больших размеров, охватывают одновременно несколько стран и даже целые континенты. Примером может служить пандемия гриппа в 1918— 1919 гг., от которой на всем земном шаре погибло 20 млн. человек. При эндемии заразные болезни длительно сохраняются в какой-либо местности, характеризующейся определенными санитарно-бытовыми особенностями или природной очаговостью.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЙ МЕТОД В МИКРОБИОЛОГИИ
Видео: Мазок на флору
Нередко при исследовании того или иного материала приходится прибегать к заражению подопытных животных. Заражение животных является хорошим методом для выделения чистых культур патогенных микробов, медленно или очень скудно растущих на питательных средах, из материала, сильно загрязненного бактериями (например, пневмококков и туберкулезных микобактерий из мокроты). Введение такого патологического материала приводит к тому, что в организме восприимчивого животного размножаются прежде всего патогенные микроорганизмы. После гибели животного можно получить чистую культуру возбудителя заболевания.
Экспериментальный метод используют с целью воспроизведения заболевания, возбудитель которого неизвестен, для изучения патогенных и иммуногенных свойств различных микроорганизмов, а также с целью определения эффективности действия на микробов химиотерапевтических (антибиотики, сульфаниламиды) и других препаратов.
К экспериментальному заражению животных прибегают и в тех случаях, когда возбудитель болезни, например вирус, может быть обнаружен воспроизведением типичного заболевания у животных.
Содержание лабораторных животных и наблюдение за ними. Наиболее часто в качестве подобных животных служат кролики, морские свинки, белые крысы, белые мыши, реже — голуби, кошки, собаки и еще реже — обезьяны. Для содержания и разведения лабораторных животных существуют питомники. Из питомника здоровые животные поступают в лабораторию и на некоторое время помещаются в карантинное отделение, после чего содержатся в специальном помещении — виварии, а летом — в вольерах. Лабораторных животных содержат в клетках (мышей в стеклянных банках), установленных на специальных полках — стеллажах.
Для кормления животных используют морковь, свеклу, брюкву и зерновые смеси (овес, ячмень, пшеницу и др.) Летом и осенью рекомендуется давать разные травы (подорожник, одуванчик, люцерна, шпинат, морковная ботва и др.).
Крысы и мыши должны дополнительно получать пастеризованное молоко, мясо-костную и кровяную муку (суточные кормовые нормы для лабораторных животных описаны в специальных руководствах).
В виварии на каждого животного, включенного в опыт, заводится учетная карточка, где отмечаются все показатели: дата поступления, номер животного, номер клетки, вес, температура, характер экспериментальной процедуры, количество и место введения материала, дата забоя или смерти.
Вес животных при проведении опытов часто имеет большое значение, поэтому перед поступлением животных из питомника в виварий их взвешивают. Довольно часто у животных, находящихся под опытом, измеряют температуру тела специальными маленькими ртутными термометрами. При измерении температуры лабораторным животным ртутный резервуар термометра вводят в просвет прямой кишки на определенную глубину (морским свинкам и кроликам на глубину 3,5 см). Продолжительность измерения температуры должна быть постоянной (5 минут), затем термометр вынимают и регистрируют температуру животного, после чего термометр вытирают и дезинфицируют.
В некоторых случаях животных перед опытом наркотизируют (обезболивают). Наркоз может быть общий или местный. Общий наркоз у мелких лабораторных животных достигается при помощи эфира. Местного обезболивания достигают подкожным введением таких препаратов, как кокаин или новокаин. Дозы наркотизирующих веществ различны в зависимости от вида животных.
В процессе экспериментальных исследований в лабораториях приходится брать кровь у подопытных животных. У кроликов и морских свинок кровь берут из сердца или из краевой вены уха. У мышей и крыс обрезают кончик хвоста и вытекающую кровь собирают в пробирку или насасывают в пастеровскую пипетку. Волосяной покров у лабораторных животных на месте взятия крови коротко выстригают или сбривают, кожу протирают спиртом, а потом эфиром. У кроликов и морских свинок при взятии крови из краевой вены уха следует предварительно нанести несколько щелчков по ушной раковине. Этим достигается прилив крови к ушной вене. Затем иглой шприца прокалывают вену и набирают необходимое количество крови.
Техника заражения. Лабораторных животных заражают нативным материалом или взвесью бактерий, приготовленной по оптическому стандарту . Заражение животных производится или естественным путем — через пищеварительный или дыхательный тракт при скармливании или ингаляции распыленного материала, или, чаще, искусственно, путем инъекций.
Существуют следующие способы искусственного заражения животных:
- подкожный — исследуемый материал шприцем вводят непосредственно под кожу морским свинкам и кроликам в области бедра, мышам — в поясницу у корня хвоста (рис. 49);
- внутрикожный — исследуемый материал вводят непосредственно в кожу (рис. 50);
- внутримышечный — материал вводят в толщу мышцы;
- внутрибрюшинный — материал вводят в брюшную полость;
- внутривенный — материал вводят в кровяное русло через инъекцию его в вену (рис. 51);
- субдуральный — материал вводится под твердую мозговую оболочку.
Путь заражения, как и выбор животного, играет большую роль. Аэробные микроорганизмы действуют на восприимчивое животное слабее всего при заражении через рот и под кожу, значительно эффективнее при введении в брюшную полость и при введении прямо в кровеносную систему или под мозговые оболочки.
Рис. 49. Подкожное заражение мыши.
Рис. 50. Внутрикожное заражение свинки.
Рис. 51. Внутривенное заражение кролика.
Видео: Как сдается бактериологический посев мочи?
Наоборот, внутривенное введение анаэробов не всегда дает эффект, а тот же материал, введенный под кожу или глубоко в мышцы, оказывает наиболее сильно выраженное действие.
Место введения в организм исследуемого материала необходимо обработать: выстричь шерсть, протереть кожу спиртом и смазать йодом. При заражении подопытных животных нужно обеспечить соответствующую их фиксацию. Это достигается при помощи специальных приспособлений — различного типа досок, держателей или же животное держит помощник. Помощник берет кролика правой рукой за кожу спины, поднимает и закладывает его задние лапы себе под мышку левой руки. В таком положении кролик оказывается крепко зафиксированным. Можно фиксировать кролика и другим способом: сидя на стуле, взять его задние лапы, поднять, а голову и передние лапы зажать между ногами.
С морскими свинками поступают следующим образом. В одной руке зажимают задние лапы, а в другой — передние лапы и голову. Мышей для фиксации одной рукой берут за хвост, а другой захватывают за кожу в области верхней части шеи, поднимают и в таком положении держат в момент заражения. При работе с мелкими животными (мыши) можно обойтись без особых приспособлений и без помощника.
Инструментарий, необходимый для инъекции (шприцы, иглы), стерилизуют кипячением, а материал, необходимый для заражения, помещают в стерильную посуду.
При наборе в шприц заражающего материала нужно опасаться его разбрызгивания. Для этого после того как материал в несколько большем, чем требуется для заражения, количестве будет набран в цилиндр шприца, последний поворачивают вертикально вверх иглой и, надев на кончик иглы вату, давлением на поршень осторожно выпускают в нее пузырьки воздуха и избыток жидкости. Вату сбрасывают пинцетом в дезинфицирующий раствор.
Наиболее простой и распространенный способ заражения— подкожный. Труднее провести заражение в вену. Кроликов заражают в боковую ушную вену, морских свинок — в яремную вену, мышей и крыс — в хвостовую вену.
После заражения кроликов и морских свинок помещают в клетки, а мышей — в стеклянные банки изолированно от незараженных животных. На клетки или банки наклеивают этикетки, на которых обозначается дата заражения, характер экспериментальной процедуры, материал, которым произведено заражение, фамилия экспериментатора.
Находящиеся под опытом животные должны регулярно получать достаточное количество пищи и воды или молока и пребывать в благоприятных температурных условиях (не ниже 10—15°). Наблюдение за общим состоянием здоровья животных производится ежедневно 1 раз или, лучше, 2 раза в день.
Вскрытие и бактериологическое исследование трупов подопытных животных. Вскрытие животных следует делать возможно скорее после их гибели, в противном случае труп необходимо сохранять на льду.
Первые часы после гибели животного его ткани и органы содержат только бактерии, которыми оно было заражено.
Через некоторое время к этим бактериям присоединяются сапрофиты — микробы кишечника, которые проникают через кишечную стенку.
Вскрытие должно производиться в отдельной комнате, в крайнем случае на отдельном, специально для этого предназначенном столе. Перед вскрытием трупы животных для дезинфекции внешних покровов и уничтожения насекомых погружают в дезинфицирующий раствор (2% раствор лизола). После этого трупы животных прикрепляют к деревянной доске особыми штифтами или гвоздями. Труп фиксируют обязательно вверх животом. Зафиксированный труп вместе с доской помещают в железный или эмалированный глубокий поднос. Затем дезинфицируют поверхность кожи животного, для чего шерсть обмывают тампоном, обильно смоченным 5% раствором карболовой кислоты или 2% раствором лизола.
Инструменты (пинцеты, ножницы, скальпели) нужно прокипятить в 3% растворе соды в течение 20 минут и дать им остыть. Затем приступают к вскрытию. Сначала при помощи скальпеля и пинцета кожу животного разрезают по средней линии от шеи до лобка и отсепаровывают с одной или с другой стороны так, чтобы обнажить всю переднюю поверхность трупа. При этом обращают внимание на состояние подкожной клетчатки и лимфатических узлов. Использованные инструменты помещают в стакан с дезинфицирующим раствором. Отсепарованную поверхность протирают тампоном, смоченным спиртом, и стерильными инструментами вскрывают грудную полость. Разрезают диафрагму сбоку сначала с одной стороны, вводят в разрез тупую браншу ножниц и перерезают ребра- это же делают с другой стороны. Затем захватывают пинцетом нижний край грудины, обрезают ножницами диафрагму у края ребер, приподнимают реберный лоскут и отделяют средостение, стараясь не разрезать сердечную сорочку. Осматривают грудную полость и, если есть экссудат, его засевают и делают из него мазки на предметных стеклах. После этого разрезают сердечную сорочку, осматривают ее полость, прижигают железным шпателем поверхность правого предсердия или желудочка и через прижженное место вкалывают стерильную пастеровскую пипетку. Извлеченную кровь засевают на питательные среды и делают из нее мазки на предметных стеклах.
Затем стерильными инструментами производят разрез брюшной стенки от нижнего края грудины до лобка и делают два разреза поперек. Осматривают полость брюшины и, если есть выпот, засевают его петлей или пастеровской пипеткой на питательные среды. Выбор питательных сред находится в зависимости от вида микроорганизма, который вызвал гибель животного. Обязательному исследованию подлежат селезенка, печень и мезентериальные узлы. Сначала извлекают пинцетом селезенку, обращают внимание на ее вид, часть ее отрезают стерильными ножницами, забирают петлей материал с поверхности разреза и делают посев. Таким же образом делают посев из печени и других органов. Из экссудата брюшной полости (если он есть), печени и селезенки делают мазки для микроскопического исследования. Для этого пинцетом захватывают кусочек органа, прикладывают его поверхностью к предметному стеклу и делают ряд отпечатков. Остатки трупа уничтожают сжиганием или автоклавированием.
Определение Dim микроба. Смертельные дозы культуры возбудителя колеблются в зависимости от метода инъекции и места введения микроорганизмов, но основное значение в этом отношении имеет степень восприимчивости определенного вида животных, а также индивидуальная устойчивость каждого из них.
Dim определяется следующим образом. В пробирку с агаровой культурой исследуемого микроба наливают 5 мл стерильного физиологического раствора и вращают между ладонями рук до тех пор, пока с поверхности агара не смоется весь налет микробного роста. Часть этой взвеси переносят пипеткой в другую стерильную пробирку, толщина стенки и диаметр которой такие же, как у пробирки с государственным бактериальным стандартом.
Бактериальные стандарты готовятся Государственным контрольным институтом медицинских биологических препаратов имени Л. А. Тарасевича в Москве и соответствуют содержанию 500 млн. и 1 млрд. микробных тел в 1 мл взвеси.
Сравнивая полученную микробную взвесь (по степени мутности) с бактериальным стандартом, готовят взвесь (разводя ее физиологическим раствором), содержащую в 1 мл 1 млрд. микробных тел. Экспериментальному животному вводят 100, 200 млн. микробных тел и т. д., для чего полученную взвесь разводят физиологическим раствором с таким расчетом, чтобы каждая доза микробов содержалась в одном и том же объеме (например, в 0,5 мл). Та минимальная доза взвеси микробов, которая вызовет гибель животного, и будет Dim.
